瓊脂糖凝膠電泳與其他支持物電泳最主要區別是:它兼有"分子篩"和"電泳"的雙重作用。瓊脂糖凝膠具有網絡結構，物質分子通過時會受到阻力，大分子物質在涌動時受到的阻力大，因此在凝膠電泳中，帶電顆粒的分離不僅取決于凈電荷的性質和數量，而且還取決于分子大小，這就大大提高了分辨能力。但由于其孔徑相比于蛋白質太小，對大多數蛋白質來說其分子篩效應微不足道，故瓊脂糖凝膠電泳是核酸分析常用的實驗技術。

瓊脂糖凝膠電泳操作簡單、快速，通過調整其使用濃度,使得分辨率達到大多數實驗的要求,因此成為分離、鑒定、純化核酸分子的常用方法。但操作過程中仍有不少要注意的問題。以下內容對初涉分子生物學實驗者有一定的指導意義。

1 凝膠制作

1.1 凝膠濃度

配制凝膠的濃度根據實驗需要而變,一般在0.8%~2.0%之間,

如果一次配制凝膠100 ml,沒用完的凝膠可以再次融化,但隨著融化次數的增加，水分丟失也越多,凝膠濃度則會越來越高,導致實驗結果不穩定,補水辦法有兩個：一是在容器上標記煮膠前的刻度,煮膠后補充相應的水分至原刻度;二是在煮膠前稱重,煮膠后補充水至原重量。粗略一點的方法是通過多次較恒定的煮膠條件得出一個經驗補水值。以保證凝膠濃度基本維持在原濃度。

1.2 梳板的選擇

一般每個制膠模具均配有多個齒型不同的梳板,梳板的選擇主要是看上樣量的多少而定,一般來說,上樣量小時盡量選擇薄的梳板制膠,此時電泳條帶致密清晰,便于結果分析。另外,每次制膠時都要注意梳齒與底板的距離至少要1 mm,否則,拔梳板時易損壞凝膠孔底層,導致點樣后樣品滲漏。當然,點樣孔的破壞還與拔梳板的時間和方法有關,一般凝膠需冷卻30 min以上方可拔梳板,拔梳板的方法是將制膠槽放置在電泳槽中的電泳緩沖液中,然后垂直向上慢慢用力,因為有液體的潤滑作用,梳板易拔出且不易損壞點樣孔。

2 點樣

在樣品中加入上樣緩沖液，上樣緩沖液中含有甘油或蔗糖以增加密度，使樣品沉入孔底；上樣緩沖液中一般還含有兩種指示劑，溴酚蘭和二甲苯青，用于指示樣品的遷移過程。上樣緩沖液儲存液一般為6×(10×)，表示其濃度為工作濃度的六倍。使用時上樣緩沖液應稀釋到一倍濃度。點樣方法是將移液器基本垂直對準點樣孔，用另一只手幫助固定移液器下端，移液器槍頭進入點樣孔即可將樣品注入孔內，千萬不可將插至孔底。同時DNA分子上樣大小應基本在分子量標準范圍之內。

3 電泳

將電泳儀的正極與電泳槽的正極相連，負極與負極相連。核酸帶負電荷，從負極向正極移動。電泳槽中電泳緩沖液與制膠用電泳緩沖液應相同，電泳緩沖液剛好沒過凝膠1mm為好，電泳緩沖液太多則電流加大，凝膠發熱。電泳時所加電壓一般不超過5v/cm(指的是正負電極之間的距離，而不是凝膠的長度)，電泳時間一般為30～60 min，根據實驗需要也可作適當調整。電壓增高，電泳時間縮短，核酸條帶相對來說不夠整齊，不夠清晰；相反，電壓降低，電泳時間較長，核酸條帶整齊清晰。 另外，如果電泳后樣品泳動很慢或者沒泳動，請檢查膠模兩端的封口膠條是否已去掉。

4 結果分析

較成功的電泳結果是分子量標準條帶和樣品條帶整齊清晰,如果條帶模糊暗淡,單從瓊脂糖凝膠電泳角度來說,可能的原因:溴化乙錠的質和量怎樣?溴化乙錠見光易分解,母液配制時間過長或保存不當;電泳槽中緩沖液使用次數過多,緩沖能力下降。特別是TAE緩沖液,一般用2~3次就要更換,TBE緩沖液則可使用10次左右。溴化乙錠(EB)是一種中等強度誘變劑,操作過程中要戴手套,并將加有EB的染色液作好標記、妥善保存。除了EB外，也可以使用Golden View，10000xSybr green I，AidGreen(GelGreen)核酸染料等進行替代。