目錄:優利科（上海）生命科學有限公司>>科研試劑盒>>PCR試劑盒>> 禽腺病毒(FADV)核酸檢測試劑盒(熒光PCR法)
| 供貨周期 | 現貨 | 規格 | 50T |
|---|---|---|---|
| 貨號 | YLK10011P | 應用領域 | 化工,生物產業 |
| 主要用途 | 科研實驗 | 英文名稱 | Fowl Adenovirus Detection Kit |
| 保存條件 | -20℃±5℃，避光保存 | 有效期 | 12個月 |
| FADV 反應液 | 500μL×2 管 | FADV陽性質控品 | 50μL ×1 管 |
禽腺病毒(FADV)核酸檢測試劑盒(熒光PCR法)
通用名稱：禽腺病毒(FADV)核酸檢測試劑盒(熒光PCR法)
Name ：Fowl Adenovirus Detection Kit (Real-Time PCR Method)
【包裝規格】25T/盒、50T/盒
【預期用途】
禽腺病毒(Fowl Adenovirus, FADV)是無囊膜、線性雙股 DNA 病毒,屬于腺病毒科、禽腺病毒屬成員。該病毒可感染雞、火雞及其他禽類。FADV 可致雞發生包涵體肝炎、心包積水綜合征和肌胃糜爛等疾病。該病常與禽類其他病原混合感染,感染雞只可繼發再生障礙性貧血、肝炎及產蛋量下降等。FADV 呈世界性分布,病毒可經糞-口途徑水平傳播,也可垂直傳播,給養禽業造成巨大經濟損失。
本試劑盒適用于檢測呼吸道分泌物棉拭子（感染 I 群禽腺病毒的雞、火雞、鵝、鵪鶉）、卵巢、輸卵管、卵泡、子宮和輸卵管粘膜組織、泄殖腔拭子（感染 II、III 群禽腺病毒的雞、鴨）等樣本中的禽腺病毒，用于禽腺病毒感染的輔助診斷。
【檢驗原理】
本試劑盒采用 TaqMan 探針法實時熒光 PCR 技術，設計一對禽腺病毒特異性引物，結合一條特異性探針[1]， 用熒光 PCR 技術對禽腺病毒的核酸進行體外擴增檢測，用于臨床上對可疑感染者的病原學診斷。
【試劑組成】
包裝規格 | 25T/盒 | 50T/盒 |
FADV 反應液 | 500μL×1 管 | 500μL×2 管 |
酶液 | 25μL×1 管 | 50μL×1 管 |
FADV 陽性質控品 | 50μL ×1 管 | 50μL ×1 管 |
陰性質控品 | 250μL ×1 管 | 250μL ×1 管 |
說明：不同批號的試劑盒組分不可交互使用。
【儲存條件及有效期】
-20℃±5℃，避光保存、運輸、反復凍融次數不超過 5 次，有效期 12 個月。
【適用儀器】
ABI 、安捷倫 MX3000P/3005P、LightCycler、Bio-Rad、Eppendorf 等系列熒光定量 PCR 檢測儀。
【標本采集】
病死禽取卵巢、輸卵管、卵泡、子宮和輸卵管粘膜組織；活雞取呼吸道拭子或泄殖腔拭子，放于 1mL 50%
甘油生理鹽水中
【保存和運輸】
上述標本短期內可保存于-20℃，長期保存可置-70℃，但不能超過 6 個月，標本運送應采用 2~8℃冰袋運輸，嚴禁反復凍融。
【使用方法】
1. 樣品處理（樣本處理區）
1.1 樣本前處理
組織樣品：稱取樣品約 1g，手術/剪剪碎混勻后，于研磨器中研磨，加入 1.5mL 生理鹽水后繼續研磨，待勻漿后轉至 1.5mL 滅菌離心管中，8000rpm 離心 2min，取上清液 100μL 于 1.5mL 滅菌離心管中；泄殖腔拭子直接取 100μL 提取
1.2 核酸提取
推薦采用公司生產的核酸提取/或純化試劑（磁珠法或離心柱法）進行核酸提取，請 按照試劑說明書進行操作。
2. 試劑配制（試劑準備區）
根據待檢測樣本總數，設所需要的 PCR 反應管管數為 N(N=樣本數+1 管陰性對照+1 管陽性對照；反應管數每滿 10 份，多配制 1 份)，每測試反應體系配制如下表：
試劑 | FADV 反應液 | 酶液 |
用量（樣本數為 N） | 20μL | 1μL |
3. 加樣（樣本處理區）
將步驟 1 提取的核酸、陽性質控品、陰性質控品各取 4μL，分別加入相應的反應管中，蓋好管蓋，混勻， 短暫離心。
4. PCR 擴增（核酸擴增區）
4.1 將待檢測反應管置于熒光定量 PCR 儀反應槽內；
4.2 設置好通道、樣品信息，反應體系設置為 25μL；
熒光通道選擇： 檢測通道（Reporter Dye）FAM， 淬滅通道（Quencher Dye）NONE，請勿選擇 ROX 參比熒光。
4.3 推薦循環參數設置：
步驟 | 循環數 | 溫度 | 時間 | 收集熒光信號 |
1 | 1 cycle | 95℃ | 10min | 否 |
2 | 40 cycles | 94℃ | 15sec | 否 |
55℃ | 30sec | 是 |
5. 結果分析判定
5.1 結果分析條件設定
設置 Baseline 和 Threshold：一般直接按機器自動分析的結果分析，當曲線出現整體傾斜時，根據分析后圖像調節 Baseline 的 start 值(一般可在 3~15 范圍內調節)、stop 值(一般可在 5~20 范圍內調節)，以及 Threshold 的 Value 值(上下拖動閾值線至高于陰性對照)，重新分析結果。
5.2 結果判斷
陽性：檢測通道 Ct 值≤35，且曲線有明顯的指數增長曲線；
可疑：檢測通道 35<Ct 值≤38，建議重復檢測，如果檢測通道仍為 35<Ct 值≤38，且曲線有明顯的增長曲線， 判定為陽性，否則為陰性；
陰性：樣本檢測結果 Ct 值>38 或無 Ct 值。
6. 質控標準
陰性質控品：Ct>38 或無 Ct 值顯示；
陽性質控品：擴增曲線有明顯指數生長期，且 Ct 值≤32； 以上條件應同時滿足，否則實驗視為無效。
7. 檢測方法的局限性
1. 樣本檢測結果與樣本收集、處理、運送以及保存質量有關；
2. 樣本提取過程中沒有控制好交叉污染，會出現假陽性結果；
3. 陽性對照、擴增產物泄漏，會導致假陽性結果；
4. 病原體在流行過程中基因突變、重組，會導致假陰性結果；
5. 不同的提取方法存在提取效率差異，會導致假陰性結果；
6. 試劑運輸，保存不當或試劑配制不準確引起的試劑檢測效能下降，出現假陰性或定量檢測不準確的結果；
7. 本檢測結果僅供參考，如須確診請結合臨床癥狀以及其他檢測手段。
【注意事項】
1. 所有操作嚴格按照說明書進行；
2. 試劑盒內各種組分使用前應自然融化，wan全混勻并短暫離心；
3. 反應液應避光保存；
4. 反應中盡量避免氣泡存在，管蓋需蓋緊；
5. 使用一次性吸頭、一次性手套和各區專用工作服；
6. 樣本處理、試劑配制、加樣需在不同區進行，以免交叉污染；
7. 實驗完畢后用 10%次氯酸或 75%酒精或紫外燈處理工作臺和移液器；
8. 試劑盒里所有物品應視為污染物對待，并按照《微生物生物醫學實驗室生物安全通則》進行處理。
【參考文獻】
[1]文艷玲, 禽腺病毒 hexon 基因克隆表達及間接 ELISA 和熒光 PCR 檢測方法的建立[J]. 廣西大學, 2008.
3
化工儀器網